東北大学加齢医学研究所　加齢医学研究拠点 | Institute of Development, Aging and Cancer, Tohoku University

研究活動

分子腫瘍学研究分野

教授 博士(医学) 田中 耕三
助教 博士(学術) 伊藤 剛
分子腫瘍学研究分野のホームページへ

研究内容

がん化およびがん治療のターゲットとしての細胞分裂制御機構の解明

正常なヒトの細胞には46本の染色体が存在しますが、多くのがん細胞では染色体数の異常（aneuploidy）が認められ、これはがん化と密接に関連していると考えられます。染色体数の異常の多くは、細胞分裂期に染色体が不均等に分配されてしまうことにより起こります。細胞分裂期には、複製された一対の染色体（姉妹染色分体sister chromatid）が、微小管（microtubule）によって2つのスピンドル極（spindle pole）に別々に牽引されることによって、染色体が分配されます（図1）。この染色体の分配が正確に起こるために、細胞には紡錘体チェックポイント（spindle assembly checkpoint）をはじめとする制御機構が存在します。紡錘体チェックポイントとは、すべての姉妹染色体が微小管と正しく結合するまで、染色体の分配の進行を停止させる機構です。この他にも様々な機構が染色体の正確な分配に関与していると考えられますが、その全容は明らかになっていません。これらの機構の異常は、染色体の不均等な分配を引き起こすと考えられます。
　一方細胞分裂期は、多くの抗がん剤が作用を発揮する時期でもあります。Vinca alkaloidやtaxolといった抗がん剤は、悪性リンパ腫や乳がんをはじめとする多くのがんの治療に広く用いられています。これらの薬剤は微小管に作用し、染色体と微小管の正しい結合を妨げることにより、紡錘体チェックポイントを活性化させます（図2）。この紡錘体チェックポイントの活性化が持続すると、細胞が死に至ると考えられますが、その機構の多くは明らかになっていません。
　このように細胞分裂制御機構の解明は、がん化の機構を理解する上でも、またがん治療を進歩させる上でも重要であると考えられます。そこで私たちは、この細胞分裂期に焦点をあて、1)細胞分裂期に染色体の分配異常が生じる機構、2)細胞分裂期に作用する薬剤により細胞が死に至る機構、について研究を行っています。そしてこれにより、がん化の機構の解明、抗がん剤耐性の機序の解明、個々のがん症例における抗がん剤の効果の予測、抗がん剤の効果の制御、等に貢献することを目指しています。

　私たちは出芽酵母（Saccharomyces cerevisiae）とヒト細胞を対象に研究を行っています。ヒト細胞と出芽酵母の間では、細胞分裂制御機構に関係する多くの遺伝子が保存されています。酵母は遺伝学的手法が容易であり、また生きた細胞を蛍光顕微鏡で観察することにより染色体の動きを見ることができます。例えば田中耕三らは、英国ダンディー大学田中智之研究室において、染色体が微小管によって捕捉され、スピンドル極へと輸送される様子を観察し、その機構を明らかにしました（図3, Tanaka et al. Nature (2005) 434, p987-994）。
　一方ヒト細胞の分裂制御機構は、酵母に比べてより複雑であり、繊細な制御機構の部分的な異常ががん化につながる可能性があります。私たちは蛍光顕微鏡やRNAiによるノックダウン、プロテオミクス等の技術を駆使して、ヒト細胞での詳細な染色体分配の解析を行っています（図4）。最近私たちは染色体分配に関係する新たな分子を発見しCAMP (Chromosome alignment-maintaining phosphoprotein)と名付けました。CAMPの発現をノックダウンした細胞では、染色体が均等に分配されずにばらばらになってしまいます（図5）。研究の結果、CAMPは染色体と微小管の結合の維持に必要であることがわかりました（図６, Itoh et al. EMBO J (2011) 30, p130-144）。このように私たちは、出芽酵母とヒト細胞のそれぞれの利点を生かしながら、細胞分裂制御機構に関する新たな知見を得ることを目指しています。

図1
図１(図をクリックすると大きくなります)
図2
図２(図をクリックすると大きくなります)
図3
図３(図をクリックすると大きくなります)
図4
図４(図をクリックすると大きくなります)
図5
図５(図をクリックすると大きくなります)
図6
図６(図をクリックすると大きくなります)
原著論文（2004年以降）
  1. Gandhi, S, R, Gierlinski, M, Mino, A, Tanaka, K, Kitamura, E, Clayton, L, and Tanaka, T, U. Kinetochore-dependent microtubule rescue ensures their efficient and sustained interactions in early mitosis. Dev Cell (2011) 21, p920-933.
  2. †Kawashima, S, †Nakabayashi, Y (†equally contributors), Matsubara, K, Sano, N, Enomoto, T, *Tanaka, K, *Seki, M, and *Horikoshi, M (*joint corresponding authors). Global analysis of core histones reveals nucleosomal surfaces required for chromosome bi-orientation. EMBO J (2011) 30, p3353-3367.
  3. Itoh, G, Kanno, S, Uchida, K, Chiba, S, Sugino, A, Watanabe, K, Mizuno, K, Yasui, A, Hirota, T, and Tanaka, K. CAMP (C13orf8, ZNF828) is a novel regulator of kinetochore-microtubule attachment. EMBO J (2011) 30, p130-144.
  4. Endo, K, Mizuguchi, M, Harata, A, Itoh, G, and Tanaka, K. Nocodazole induces mitotic cell death with apoptotic-like features in Saccharomyces cerevisiae. FEBS Lett, (2010) 584, p2387-2392.
  5. Kitamura, E*, Tanaka, K*, Komoto, S* (*equally contributors), Kitamura, Y, Antony, C, and Tanaka, T, U. Kinetochores generate microtubules with distal plus ends: their roles and limited lifetime in mitosis. Dev Cell (2010) 18, p248-259.
  6. Sarai, N, Kagawa, W, Fujikawa, N, Saito, K, Hikiba, J, Tanaka, K, Miyagawa, K, Kurumizaka, H, and Yokoyama, S. Biochemical analysis of the N-terminal domain of human RAD54B. Nucleic Acids Res (2008) 36, p5441-5450.
  7. Romao, M, Tanaka, K, Sibarita J, B, Ly-Hartig, N, T, Tanaka, T, U, and Antony, C. Three-dimensional electron microscopy analysis of ndc10-1 mutant reveals an aberrant organization of the mitotic spindle and spindle pole defects in Saccharomyces cerevisiae. J Struct Biol (2008) 163, p18-28.
  8. Kitamura, E, Tanaka, K, Kitamura, Y, and Tanaka, T, U. Kinetochore-microtubule interaction during S phase in Saccharomyces cerevisiae. Genes Dev (2007) 21, p3319-3330.
  9. Tanaka, K, Kitamura, E, Kitamura, Y, and Tanaka, T, U. Molecular mechanisms of microtubule-dependent kinetochore transport towards spindle poles. J Cell Biol (2007) 178, p269-281.
  10. Valga, V, Helenius, J, Tanaka, K, Hyman A, A, Tanaka, T, U, and Howard J. Yeast kinesin-8 depolymerizes microtubules in a length-dependent manner. Nat Cell Biol (2006) 8, p957-962.
  11. Sarai, N, Kagawa, W, Kinebuchi, T, Kagawa, A, Tanaka, K, Miyagawa, K, Ikawa, S, Shibata, T, Kurumizaka, H, and Yokoyama, S. Stimulation of Dmc1-mediated DNA Strand Exchange by the Human Rad54B Protein. Nucleic Acids Res (2006) 34, p4429-4437.
  12. Tanaka, K, Mukae, N, Dewar, H, van Breugel, M, James, E, K, Prescott, A, R, Antony, C, and Tanaka, T, U. Molecular mechanisms for kinetochore capture by spindle microtubules. Nature (2005) 434, p987-994.
  13. Dewar, H, Tanaka, K, Nasmyth, K, and Tanaka, T, U. Tension between two kinetochores suffices for their bi-orientation on the mitotic spindle. Nature (2004) 428, p93-97.
  14. Kinebuchi, T, Kagawa, W, Enomoto, R, Tanaka, K, Miyagawa, K, Shibata, T, Kurumizaka, H, and Yokoyama, S. Structural basis for octameric ring formation and DNA interaction of the human homologous-pairing protein Dmc1. Mol Cell (2004) 14, p363-374.

総説

  1. Tanaka, K, Kitamura, E, and Tanaka, T, U. Live cell analysis of kinetochore-microtubules interaction in budding yeast. Methods (2010) 51, p206-213.
  2. Tanaka, K, and Tanaka, T, U. Live cell imaging of kinetochore capture by microtubules in budding yeast. Methods Mol Biol (2009) 545, p233-242.
  3. Tanaka, K, and Hirota, T. Chromosome segregation machinery and cancer. Cancer Sci (2009) 100, p1158-1165.
  4. Tanaka, K, and Tanaka, T, U. Live cell imaging of kinetochore capture by microtubules in budding yeast. Methods Mol Biol (2009) 545, p233-242.
  5. Tanaka, T, U, Stark, M, J, and, Tanaka, K. Kinetochore capture and bi-orientation on the mitotic spindle. Nat Rev Mol Cell Biol (2005) 6, p929-942.
  6. 田中耕三. キネトコアと微小管の結合を制御するタンパク質CAMP. 生体の科学 (2011) 62, p468-469.
  7. 田中耕三, 田中智之. 微小管によるキネトコア捕捉の分子機構. 実験医学 (2007) 25, p671-678.
  8. 田中耕三, 田中智之. 動原体-微小管結合の分子機構. 蛋白質 核酸 酵素 (2006) 51, p1-9.

ページトップへ ↑